چرا در پرندگان نسبت به پستانداران، به تستهای تشخیصی بیشتری نیاز داریم؟
خونگیری از پرندگان چه نکات حیاتی دارد و از کدام رگها باید خون گرفت؟
حداکثر حجم خونی که میتوان از یک پرنده گرفت، چقدر است و چطور محاسبه میشود؟
تفاوت نمونهگیری برای آزمایش بیوشیمی و هماتولوژی در پرندگان چیست؟
چطور یک گسترش خونی (Blood Smear) با کیفیت از پرنده تهیه کنیم تا سلولها پاره نشوند؟
مراحل رنگآمیزی گرم (Gram Staining) در پرندگان چگونه است و چه ارگانیسمهایی را نشان میدهد؟
نمونهگیری برای کشت میکروبی (Culture) از ناحیه چوآنا، سینوس و نای چگونه انجام میشود؟
روش صحیح مایعدرمانی (Fluid Therapy) در پرندگان چیست و مسیرهای تزریق کدامند؟
کاتتر داخل استخوانی (Intra-osseous - IO) چیست، کجا قرار میگیرد و چرا از وریدی بهتر است؟
چگونه از پرندهای که غذا نمیخورد، حمایت تغذیهای کنیم (لوله مری-معدی یا ازوفاگوستومی)؟
در بحران تنفسی پرندگان، چطور از اکسیژن و کاتتر کیسه هوا (Air Sac Catheter) استفاده کنیم؟
تزریق عضلانی (IM) در پرندگان چه فرقی با پستانداران دارد و چه نکاتی دارد؟
روش صحیح آتلبندی (External Coaptation) شکستگی بال و پا در پرندگان چگونه است؟
پاسخهای تشریحی
سوال ۱: چرا در پرندگان نسبت به پستانداران، به تستهای تشخیصی بیشتری نیاز داریم؟
پاسخ: پرندگان طیف بسیار محدودی از پاسخهای بالینی (physical responses) را در برابر بیماری نشان میدهند و جثه کوچکی دارند. به همین دلیل، برای تشخیص دقیق بیماری، ناگزیر به انجام طیف کاملی از آزمایشهای تشخیصی (همانند طب سگ و گربه) هستیم. اما قبل از هر تفسیری، جمعآوری نمونه باکیفیت و قرارگیری صحیح بیمار برای تصویربرداری، حیاتیترین مرحله است.
ارجاع به متن اصلی:“The limited range of physical responses to disease that is available to birds, and their relatively small size, has increased the requirement for diagnostic testing… before any diagnostic test can be interpreted, it is vital that the clinician understands how to, and be able to, collect quality samples”
سوال ۲: خونگیری از پرندگان چه نکات حیاتی دارد و از کدام رگها باید خون گرفت؟
پاسخ: نکته حیاتی این است که دیواره وریدهای پرندگان بسیار نازک است و به راحتی پاره میشود که منجر به خونریزی کشنده میشود (چون انعقاد خون در پرندگان عمدتاً وابسته به مسیر خارجی (extrinsic pathway) است نه داخلی). سه رگ اصلی برای خونگیری وجود دارد:
ورید وداج راست (Right Jugular Vein): ارجحترین گزینه در پرندگان زینتی است. زیر یک ناحیه بدون پر (Apteryla) در گردن قرار دارد و به راحتی قابل دسترس است (تصویر ۴.۱ را ببینید). (ورید چپ کوچکتر است).
ورید بازیلیک (Basilic Vein): در سطح داخلی آرنج (Medial aspect of elbow).
ورید تیبیوتارس داخلی (Medial Tibiotarsal Vein): در پرندگان بزرگ (تصویر ۴.۲).
نکات فنی: از سوزن ۲۵ تا ۲۹ گیج (Gauge) استفاده کنید. برای جلوگیری از همولیز (Haemolysis)، از مکش بیش از حد با سرنگ خودداری کنید. بهتر است از سرنگ هپارینه (heparinised syringe) استفاده کنید (تصویر ۴.۳). پس از خارج کردن سوزن، به مدت ۳۰-۶۰ ثانیه محل را فشار دهید تا هماتوم تشکیل نشود. خونریزی از ناحیه بینی (nares) بعد از خونگیری ژوگولار معمولاً بیخطر است و به دلیل پارگی کیسه هوای گردنی-سری (cervicocephalic air sac) رخ میدهد.
ارجاع به متن اصلی:“It must be remembered that avian veins have thin walls and tear easily… a bird will bleed from the nares after jugular venepuncture… This haemorrhage is rarely significant”
روش ممنوعه: خونگیری از چنگال پا (Toenail clip) به دلیل آلودگی به اسیداوریک، درد زیاد و افزایش لخته شدن، ضعیفترین روش است.
سوال ۳: حداکثر حجم خونی که میتوان از یک پرنده گرفت، چقدر است و چطور محاسبه میشود؟
پاسخ: حجم خون پرنده تقریباً ۱۰٪ وزن بدن است. به طور ایمن میتوان ۱۰٪ از این حجم خون (یعنی معادل ۱٪ وزن بدن) را گرفت. فرمول ساده: به ازای هر ۱۰۰ گرم وزن، ۱ میلیلیتر خون میتوان گرفت. این حجم برای انجام هماتولوژی و بیوشیمی با تجهیزات مدرن کافی است.
ارجاع به متن اصلی:“The blood volume in any given bird is approximately (10\%) of its bodyweight… an amount of blood equal to (1\%) of a bird’s bodyweight can be safely collected (i.e. (1\mathrm{ml}) of blood can be collected for each (100\mathrm{g}) of bodyweight).”
سوال ۴: تفاوت نمونهگیری برای آزمایش بیوشیمی و هماتولوژی در پرندگان چیست؟
پاسخ: این سوال بسیار مهم است:
بیوشیمی (Biochemistry): بهترین نمونه، پلاسما (Plasma) حاصل از خون داخل لوله حاوی لیتیوم هپارین (Lithium Heparin) است. اگر آزمایش به تأخیر افتاد، نمونه را سانتریفیوژ کرده و پلاسما را جدا کنید.
هماتولوژی (Haematology): بهترین نمونه، خون داخل سدیم EDTA است (البته با آزمایشگاه خود مشورت کنید چون بعضیها هپارین را ترجیح میدهند).
توجه بسیار مهم (Serum vs Plasma): استفاده از لولههای ساده (بدون ضد انعقاد) برای تهیه سرم (Serum) برای بیوشیمی توصیه نمیشود. چون خون با سلولهای قرمز در تماس میماند و دچار همولیز و تغییرات کاذب میشود. در سرم، مقادیر پروتئین کل، آلبومین و گلوکز کمتر و مقادیر اسیداوریک، پتاسیم، کلسیم، منیزیم و فسفر بیشتر از حالت واقعی نشان داده میشود.
ارجاع به متن اصلی:“Serum is lower in total protein, albumin and glucose; it is higher in uric acid, potassium, calcium, magnesium and phosphorus.”
سوال ۵: چطور یک گسترش خونی (Blood Smear) با کیفیت از پرنده تهیه کنیم تا سلولها پاره نشوند؟
پاسخ: گلبولهای قرمز پرندگان هستهدار (nucleated) و بسیار شکننده هستند. سه روش وجود دارد:
روش Push (سنتی با لام زاویهدار): اغلب باعث لیز سلولی (cell lysis) شدید میشود.
روش Drag (کشیدن با لام زاویهدار): به جای هل دادن، لام را میکشیم. لیز سلولی بسیار کمتر است.
روش Coverslip (لامل): یک قطره خون (۲ میلیمتری) بین دو لامل میریزیم، اجازه میدهیم پخش شود و سپس لاملها را از هم جدا میکنیم. پس از خشک شدن، رنگآمیزی کرده و روی لام سوار میکنیم.
روش Coverslip on Slide: قطره خون روی لام، لامل را روی آن گذاشته و پس از پخش شدن، لامل را به آرامی در امتداد لام میکشیم.
نکته: حتماً قبل از قرار دادن خون درون ماده ضد انعقاد (EDTA)، لامهای تازه (Fresh smears) تهیه شوند.
سوال ۶: مراحل رنگآمیزی گرم (Gram Staining) در پرندگان چگونه است و چه ارگانیسمهایی را نشان میدهد؟
پاسخ: این تست برای تشخیص اولیه باکتریها و قارچها ضروری است. نمونه را روی لام پهن کنید، در هوا خشک کنید و با حرارت ملایم فیکس کنید (از لام ضخیم خودداری کنید). مراحل دقیق:
کریستال ویولت (Crystal violet): ۶۰ ثانیه، سپس آبکشی.
ید گرم (Gram’s iodine): ۶۰ ثانیه، سپس آبکشی.
دکلره (Decolorise) با استون یا اتانول: فقط ۲ تا ۵ ثانیه، سپس آبکشی (این زمان بسیار حیاتی است).
رنگآمیزی پسزمینه با فوشین بازی (Basic fuchsin) ۰.۱٪: ۶۰ ثانیه، سپس آبکشی و خشک کردن.
نتیجه: ارگانیسمهای گرم مثبت و مخمرها بنفش تیره (deep violet) و گرم منفیها قرمز (red) دیده میشوند. در پرندگان، باسیلهای گرم منفی اغلب میلای یا کوکوباسیل بوده و از باسیلهای گرم مثبت بسیار کوچکترند.
سوال ۷: نمونهگیری برای کشت میکروبی (Culture) از ناحیه چوآنا، سینوس و نای چگونه انجام میشود؟
پاسخ: نمونهها با سواپ استریل گرفته شده و در محیط انتقال (Transport medium) به آزمایشگاه فرستاده میشوند (تصویر ۴.۴).
کلوآک (Cloaca): سواپ مرطوب شده با سرم فیزیولوژی یا محیط انتقال وارد میشود. نمونه کلوآک بر نمونه مدفوع ارجحیت دارد زیرا آلودگی محیطی در آن کمتر است (تصاویر ۴.۵a و b). به مالک بگویید چند قطره اول مدفوع بعد از نمونهگیری ممکن است خونی باشد که طبیعی است.
چوآنا (Choana): سواپ مرطوب. بعضی پزشکان قبل از نمونهگیری، ۱-۲ میلیلیتر سرم استریل به ناحیه نریزند تا آلودگی دهانی کاهش یابد. برای باز نگه داشتن دهان از گاز یا اسپکولوم استفاده کنید.
سینوس (Sinus):توجه کنید که کشت چوآنا لزوماً نشاندهنده وضعیت سینوس نیست. در سینوزیت، بهتر است آسپیره سینوس (Sinus aspirate) انجام شود. سوزن ۲۲-۲۷ گیج را در میانه راه بین کانتوس داخلی چشم (medial canthus) و کمیسور منقار (commissure of the beak)، در زیر استخوان ژوگال (jugal bone) وارد کنید. دهان حیوان حین کار باز باشد تا راحتتر وارد شوید (مراقب چشم باشید).
شستشوی نای (Tracheal wash): برای بیماریهای دستگاه تنفسی تحتانی. در بیمار بیهوش یا هوشیار (با احتیاط شدید در دیسترس تنفسی). یک کاتتر استریل از طریق گلوت (glottis) تا دو شاخه شدن نای پیش میرود. سرم استریل ۰.۹٪ به مقدار ۰.۵ تا ۱ میلیلیتر به ازای هر کیلوگرم وزن بدن سریعاً تزریق و بلافاصله آسپیره میشود. حدود ۲۵ تا ۵۰٪ حجم برگشت داده میشود که برای کشت و سیتولوژی مناسب است.
سوال ۸: روش صحیح مایعدرمانی (Fluid Therapy) در پرندگان چیست و مسیرهای تزریق کدامند؟
پاسخ: بیشتر پرندگان بیمار حداقل ۵٪ کمآب هستند. علائم شامل کاهش تورگور پوست، چشمهای فرو رفته، خشکی مخاطات دهان و موکوس غلیظ در حلق است.
میزان نگهداری (Maintenance): روزانه ۵۰ میلیلیتر به ازای هر کیلوگرم وزن بدن.
محاسبه ساده و عملی: به مدت ۳ روز، روزانه معادل ۱۰٪ وزن بدن مایع بدهید، سپس این مقدار را به ۵٪ وزن بدن کاهش دهید. حجم محاسبه شده را به ۲ یا ۳ دوز در ۲۴ ساعت تقسیم کنید.
مسیرهای تجویز:
خوراکی (Oral/Crop gavage): برای کمآبی خفیف و دستگاه گوارش سالم. با لوله مخصوص کراپ (Crop needle) مستقیماً وارد چیندان (کراپ) میشود (تصاویر ۴.۷a و b). هشدار: حتماً در کراپ قرار گیرد، نه حلق (خطر آسپیراسیون). حجم شروع ۵٪ وزن بدن و بعد تا ۸-۱۰٪ افزایش دهید. تخلیه کراپ ۲-۴ ساعت طول میکشد.
زیرجلدی (Subcutaneous - SQ): در ناحیه کشاله ران (Inguinal) (حجم بیشتر و درد کمتر) یا پشت کتف (Inter-scapular) (تصاویر ۴.۸، ۴.۹a و b). حداکثر ۱۰ میلیلیتر بر کیلوگرم، هر ۱۲-۸ ساعت یکبار. اگر ادم ایجاد شد، مایع جذب نشده و از این مسیر ادامه ندهید. (در بیماران هیپوترمیک یا شوکی به دلیل وازوکانستریشن محیطی جذب ضعیفی دارد).
وریدی (IV): وریدهای ژوگولار، بازیلیک و متاتارسال میانی. کاتتر ۲۲-۲۶ گیج در پرندگان بالای ۲۰۰ گرم قابل استفاده است و تا چند روز باقی میماند.
داخل استخوانی (IO): معادل وریدی محسوب میشود. ۵۰٪ مایع تزریقی در عرض ۳۰ ثانیه وارد گردش خون میشود. بهترین گزینه برای پرندگان کوچک یا بیماران بحرانی.
سوال ۹: کاتتر داخل استخوانی (Intra-osseous - IO) چیست، کجا قرار میگیرد و چرا از وریدی بهتر است؟
پاسخ: یک سوزن مخصوص (معمولاً اسپاینال یا مغز استخوان) که در مغز استخوان (مدولا) قرار میگیرد و مانند یک راه وریدی بزرگ عمل میکند. دو محل اصلی:
تیبیوتارسوس پروگزیمال (Proximal Tibiotarsus): مرسومترین محل. برش کوچکی روی پوست، در سمت جانبی یا داخلی برجستگی کنمیال (cnemial crest) ایجاد کنید. سوزن را با چرخش ملایم وارد مغز استخوان کنید. اگر سوزن درست قرار گرفته باشد، با آسپیراسیون، خون یا مغز استخوان به داخل سرنگ بازمیگردد.
اولنا دیستال (Distal Ulna): در قسمت انتهایی استخوان اولنا، زمانی که مچ (Carpus) خمیده است. برجستگی پشتی (dorsal crest) را لمس کنید. سوزن را بین اولنا و استخوان کارپال اولنا (ulnar carpal bone) وارد کنید (تصویر ۴.۱۰). هشدار: در بعضی پرندگان، اولنا پنوماتیک (هواگیر) است. اگر هنگام آسپیراسیون هوا وارد شد، کاتتر را در تیبیوتارسوس قرار دهید.
تأیید قرارگیری صحیح: تزریق مقدار کمی مایع به داخل کاتتر باید باعث تغییر رنگ (بلانچینگ) ورید بازیلیک شود. مایعات را به آرامی تزریق کنید زیرا استخوان قابل انبساط نیست.
ارجاع به متن اصلی:“Intra-osseous fluids are considered equivalent to intravenous administration, with (50\%) of the fluid given by this route appearing in the circulation within 30 seconds… a small amount of saline can be injected and then reaspirated… correct placement should result in a visible ‘blanching’ of the basilic vein.”
نرخ انفوزیون: به طور متوسط ۳ تا ۱۰ میلیلیتر بر کیلوگرم در ساعت (در موارد بحرانی تا ۱۰۰ میلیلیتر بر کیلوگرم در ساعت بدون عارضه داده شده، اما معمول نیست). بولوس مایع ۲۰-۳۰ میلیلیتر بر کیلوگرم را میتوان طی ۲-۳ دقیقه تجویز کرد.
انتخاب مایع: مانند پستانداران. از کریستالوئیدهای جایگزین (نرمال سالین، رینگر لاکتات)، کریستالوئیدهای نگهدارنده، کلوئیدها (هتاستارچ) و خون کامل استفاده میشود (جدول ۴.۱). پروتکل بیمار بحرانی در جدول ۴.۲ آمده است (ابتدا کریستالوئید ۱۰ml/kg، سپس کلوئید، در صورت نیاز هایپرتونیک سالین).
سوال ۱۰: چگونه از پرندهای که غذا نمیخورد، حمایت تغذیهای کنیم (لوله مری-معدی یا ازوفاگوستومی)؟
پاسخ: پرندهای که غذا نخورد، میمیرد. دو روش داریم:
گاواژ کراپ (Crop Gavage): مانند مایعدرمانی خوراکی، مواد غذایی مایع (مثل فرمول دستی طوطیها یا غذای کودک پوره شده) را مستقیماً به کراپ میریزیم.
لوله ازوفاگوستومی (Esophagostomy Tube): برای تغذیه طولانیمدت یا زمانی که گاواژ ممکن نیست. زیر بیهوشی، یک هموستات خمیده را از دهان به داخل مری در ناحیه گردن هدایت میکنیم. نوک هموستات را به سمت پوست فشار میدهیم (مراقب ورید ژوگولار باشید)، برش کوچکی روی پوست ایجاد میکنیم، هموستات را بیرون آورده و لوله را از دهان خارج میکنیم (تصویر ۴.۱۱)، سپس لوله را برعکس کرده و به سمت کراپ یا مری انتهایی هدایت میکنیم. انتهای لوله را با بخیه به پوست ثابت کرده و گردن را باندپیچی میکنیم.
سوال ۱۱: در بحران تنفسی پرندگان، چطور از اکسیژن و کاتتر کیسه هوا (Air Sac Catheter) استفاده کنیم؟
پاسخ: پرندگان متابولیسم بالایی دارند و نیاز به اکسیژن دارند، اما اکسیژن ۷۰-۱۰۰٪ به مدت ۳-۸ روز برایشان سمی است. محیط با ۴۰-۵۰٪ اکسیژن برای بیماران تنفسی ایدهآل است.
کاتتر کیسه هوا (Air Sac Catheter): هنگامی که راه هوایی فوقانی مسدود است (مثلاً جسم خارجی، گرانولوم آسپرژیلوس)، از کیسه هوای قفسهسینه خلفی (Caudal Thoracic Air Sac) به عنوان راه هوایی جایگزین استفاده میشود. روش قراردهی:
بیمار را به پهلو (راست) بخوابانید. پای چپ را به سمت جلو بکشید تا پهلو (فلانک) نمایان شود.
سه نشانه را پیدا کنید: دنده خلفی (caudal rib)، عضله flexor crura medialis و استخوان پوبیس (pubic bone).
برش عمودی ۴-۵ میلیمتری روی پوست، دقیقاً جایی که عضله flexor crura medialis از روی دنده خلفی عبور میکند، ایجاد کنید.
با هموستات منحنی، عضله را به سمت پشتی منحرف کرده و از دیواره سلوم (coelomic wall) عبور کنید. وقتی وارد کیسه هوا شدید، احساس پاپ (Pop) میکنید.
لوله تراشه بدون کاف یا کاتتر پلاستیکی را به داخل کیسه هوا هدایت کنید (مراقب باشید به ریه نخورد).
با قرار دادن یک پر در انتهای لوله، باز بودن آن را با حرکت پر در حین بازدم تأیید کنید.
لوله را با بخیه به پوست ثابت کنید. انتهای آزاد آن را به اندازه طول دم پرنده بگذارید و به پرهای دم بچسبانید تا پرز و گرد و غبار وارد آن نشود (تصویر ۴.۱۲).
سوال ۱۲: تزریق عضلانی (IM) در پرندگان چه فرقی با پستانداران دارد و چه نکاتی دارد؟
پاسخ: اصلیترین محل تزریق، عضله سینهای (Pectoral) به دلیل جثه بزرگ است (تصویر ۴.۸). در پرندگان بزرگ از عضلات ران و گلوتئال هم میتوان استفاده کرد.
نکته طلایی محاسبه حجم تزریق: تزریق ۰.۱ میلیلیتر به یک پرنده ۱۰۰ گرمی، معادل تزریق ۱۰ میلیلیتر به یک سگ ۱۰ کیلوگرمی است! (چون ۰.۱ml / 100g = 10ml / 10kg). بنابراین حجم تزریق را به چند ناحیه تقسیم کنید (مثلاً استرنوم را به چهار ربع تقسیم کرده و دوز را بین آنها پخش کنید). از تزریق مکرر در یک نقطه خودداری کنید چون بسیاری از داروها تحریککننده بافت (tissue irritant) هستند.
موضعی (Topical): هرگز از داروهای روغنی (oil-based) روی پوست استفاده نکنید چون پرنده آنها را در کل پرها پخش کرده و عایق حرارتی و ضدآب پرها را از بین میبرد. جذب از راه پوست بسیار آسان است و ممکن است منجر به مسمومیت سیستمی شود (مثلاً کورتیکواستروئیدهای موضعی باعث هپاتوپاتی استروئیدی میشوند).
نبولایزر (Nebulization): برای بیماری تنفسی، قطرات ذرات باید بین ۱ تا ۳ میکرومتر باشند. از هیپرتونیک سالین یا استیلسیستئین ۲٪ برای کاهش ویسکوزیته ترشحات و آنتیبیوتیک/ضدقارچ برای درمان مستقیم استفاده میشود (تصویر ۴.۱۳).
سوال ۱۳: روش صحیح آتلبندی (External Coaptation) شکستگی بال و پا در پرندگان چگونه است؟
پاسخ: آتلبندی برای شکستگیهای اندام یا به عنوان اسپلینت موقت یا درمان قطعی استفاده میشود. مزایا: سریع، ارزان و کاهش درد. معایب: خشکی مفصل (Ankylosis)، انقباض تاندون و تأخیر در جوش خوردن.
شکستگی ساعد و مچ (Antebrachium & Carpus): از باند فیگور هشت (Figure-of-8) استفاده میشود (تصویر ۴.۱۴). برای شکستگی بازو (Humerus) استفاده نشود.
شکستگی بازو و کمربند سینهای (Humerus & Pectoral Girdle): از باند فیگور Y (Figure-Y) استفاده میشود که کل بال را میپوشاند (تصویر ۴.۱۵). برای حمایت بیشتر، نوک پرهای اولیه (Primary feathers) را به دم بچسبانید. دقت کنید برای تنفس تنگ نباشد.
شکستگی درشتنی (Tibiotarsus) و کفپا (Tarsometatarsus): از باند مادون رابرت جونز (Modified Robert Jones) و اسپلینت آلتمن (Altman’s splint) استفاده کنید (تصاویر ۴.۱۶ تا ۴.۱۹). اندام باید در حالت طبیعی نشستن (Perching position) ثابت شود. پرهای ناحیه را بچینید. از چسبهای رکابی (adhesive tape stirrups) برای جلوگیری از لیز خوردن باند استفاده کنید.
قانون کلی: هر ۲ هفته یکبار باندها را بردارید، ثبات شکستگی را بررسی کنید و مفاصل را خم و راست کنید (flex and extend) تا از خشکی مفصل (Ankylosis) جلوگیری شود.